2024, Vol. 33
脓毒症是一种危及生命的器官功能障碍，其特征是对感染的免疫反应失调。近些年，与脓毒症相关的死亡人数不断增加[1]，如果没有及时有效的干预，脓毒症病死率可高达30%~35%[2]。急性肺损伤是脓毒症感染时最常见的器官损伤[3-4]，炎症反应失调和内皮功能障碍被认为是急性肺损伤的标志[5]，全球大约10%的重症监护室（ICU）患者被诊断为脓毒症急性肺损伤，其中机械通气治疗、保守补液和抗炎治疗是急性肺损伤的主要治疗方法。尽管如此，脓毒症肺损伤病死率仍高达35%~46%[6-7]。到目前为止，脓毒症引起的肺损伤分子机制仍不清楚。因此，需要进一步确定脓毒症肺损伤的根本原因，以指导新疗法的开发。
NETs是病原体刺激中性粒细胞所形成的一种网状结构，在脓毒症炎症反应中起关键作用。在一定范围内NETs对病原体具有消除作用[8]，但研究证明持续高水平NETs释放的HMGB1可通过RAGE-CatB-ASC-Caspase1信号通路，上调GSDMD介导的细胞焦亡，造成强烈的炎症反应加重脓毒症损伤[9]。光甘草定是光果甘草属植物根部的异黄酮类化合物，具有抗氧化、抗炎、抗动脉粥样硬化、调节能量代谢、雌激素、神经保护等多种生物学活性[10]。研究发现已表明光甘草定可通过抑制p38丝裂原活化蛋白激酶（p38MAPK）的磷酸化从而发挥抗炎作用[11-12]，减少炎细胞因子产生，从而减少组织损伤的发生。其中p38MAPK通路也是NETs的重要生成信号[13]，关于光甘草定对于脓毒症肺损伤患者NETs生成及细胞焦亡调控作用尚未确定，因此本研究拟通过采用CLP建立脓毒症动物模型，探讨光甘草定是否能通过抑制NETs及细胞焦亡，以期对脓毒症治疗提供理论依据。
1 材料与方法 1.1 实验动物、主要材料与试剂Wistar大鼠雄性大鼠，6~8周龄，体重150~200 g，购买于上海吉辉实验动物饲养有限公司科技中心[动物合格证号：SCXK(沪)2017-0012]。本实验使用的主要材料与试剂包括：大鼠Myeloperoxidase ELISA试剂盒体购自英国Abcam公司；大鼠IL-1 beta ELISA试剂盒购自英国联科公司；大鼠IL-18 ELISA试剂盒购自江莱公司；Anti-Caspase-1抗体购自英国Abcam公司，光甘草定订购于美国MERCK公司；分光光度仪购自上海仪电分析仪器有限公司, 高电流电泳仪电源购自美国Bio-Rad公司，倒置荧光显微镜购自日本Olympus公司。
1.2 大鼠脓毒症模型的制备及样本收集采用盲肠结扎穿刺术（cecal ligation and puncture, CLP）构建大鼠脓毒症模型。具体操作如下：将6~8周龄、体重在150~200 g之间的24只雄性Wistar大鼠习惯性饲养1周后造模，将大鼠随机分为3组(每组8只): 假手术组、脓毒症组、光甘草定组。大鼠造模前8 h禁食并4 h禁饮，麻醉后固定手术台，腹部备皮、消毒、铺巾，腹部正中竖切口长约2 cm，逐层切开至腹腔，在盲肠血管中外1 /3处用3号丝线结扎。18号针头于盲肠末端贯通肠管穿孔2次，挤出少许肠内容物，回纳至腹腔后关腹。术后皮下注射生理盐水(20 mL /kg) 进行液体复苏。假手术组采用盲肠探查术，开腹后仅进行盲肠翻动，然后逐层关腹腔。光甘草定组在造模后1 h予光草甘定（30 mg/kg）灌胃进行干预。各组于给药后12 h处死大鼠，收集大鼠各组血液、肺泡灌洗液及肺组织进行下列检测。
1.3 肺泡灌洗液蛋白含量大鼠麻醉固定后进行气管插管，将一次性静脉输液针针头剪去，制成简易的肺泡灌洗液提取管，每次以1 mL的PBS液通过插管注入肺脏，轻柔按摩两三分钟后回吸液体。回收的液体经离心后收集上清液，采用基于BCATM蛋白测定法进行总蛋白的定量。
1.4 大鼠肺干湿重量比值切除大鼠新鲜左肺组织的上部，用PBS液冲洗，吸干并称重（湿重）。然后将肺在烘箱中在80℃下干燥72 h并称重以测量干重。湿干比（肺湿重）/（肺干重）×100%用于评估肺水肿。
1.5 肺组织苏木精- 伊红（HE）染色大鼠肺组织病理学观察：取出大鼠肺组织，用4% 多聚甲醛水溶液固定，石蜡包埋并切片，二甲苯脱蜡乙醇脱水，切片入苏木精染液染3~5 min，依次入85%、95%的梯度酒精脱水各5 min，伊红染液染色5 min，乙醇脱水，二甲苯透明，封片后置于通风橱干燥过夜，然后用病理扫描仪进行扫描，光镜下观察肺组织病理学改变。
1.6 ELISA检测大鼠血液中NETs标志物MPO-DNA复合物水平及焦亡相关炎症因子IL-1β和IL-18水平收集大鼠12 h血浆标本，进行MPO-DNA及IL-1β和IL-18水平检测，并配置标准品稀释液。用稀释液将母液，建立浓度梯度；构建标准曲线，将不同浓度的标准品添加到96孔板内，并设置副孔，每孔添加100 μL，用封板胶纸遮盖反应孔，300 r/min，震荡，室温孵育2 h，弃掉液体，37℃避光孵育30 min后洗板3次；每个检测样品均设立对照孔，加入酶结合物稀释液。样品的主孔及其副孔加入等量的酶结合物工作液，各孔液体容量均为100 μL，最后用封板胶纸遮盖反应孔，300 r/min震荡。室温孵育45 min，37℃避光孵育30 min后洗板3次；每孔加入100 μL显色底物TMB，避光，37℃避光室温孵育5~30 min。每孔加入100 μL终止剂。颜色由蓝色变成黄色；每孔加入100 μL终止液充分混匀，酶标仪检测样品和标准品的OD值（450 nm波长）；根据标准品浓度及其对应的OD值，建立标准品的曲线方程，再用样品的OD值代入标准品的曲线方程，从而推算出MPO-DNA水平及炎症因子IL-1β和IL-18的含量。
1.7 Western blot技术检测肺组织Caspase-1蛋白取组织匀浆上清液进行蛋白定量，将组织样本进行适当稀释（样品各取4 μL, 与PBS16 μL混合进行稀释，即测试样品稀释5倍。将提取的蛋白上清液与5ⅹ蛋白上样缓冲液，放入沸水中进行煮沸10 min电泳，电泳结束取凝胶与滤纸、PVDF膜叠放并进行蛋白转膜，用含5% 脱脂奶粉的TBST（封闭液）浸泡PVDF膜，室温摇床封闭1 h封闭，用一抗稀释液液稀释相应的一抗，使PVDF膜浸泡于一抗孵育液中，4℃孵育过夜。洗去多余一抗，用TBST稀释相应的HRP标记二抗—1:5 000稀释，使PVDF膜浸泡于二抗孵育液中，37℃摇床孵育1 h，洗去多余二抗，洗涤显色，凝胶成像系统拍照，ImageJ系统分析图片。
1.8 统计学方法采用SPSS 23.0软件对数据进行统计学分析，计量资料符合正态分布，以均数±标准差(x±s) 表示，满足方差齐性，采用单因素方差分析，多重比较采用复极差法(Student Newman Keuls, SNK-q)检验，以P < 0.05为差异有统计学意义。
2 结果 2.1 肺泡灌洗液总蛋白浓度CLP组肺泡灌洗液中总蛋白浓度较Sham组明显升高，CLP刺激导致血管通透性增加，蛋白渗出的浓度增加；CLP+GLA组蛋白渗出减少，光甘草定降低了血管的通透性，见图 1。
|
| 与Sham组比较，a P < 0.01; 与CLP组比较 bP < 0.05 图 1 肺泡灌洗液中总蛋白的柱状图 Fig 1 Histogram of total protein in alveolar lavage fluid |
|
|
CLP组肺水肿程度较Sham组明显加重，表明在CLP刺激下，导致血管通透性增加，含有蛋白质的水肿液渗出增加，形成湿肺；CLP+GLA组肺水肿减轻，表明光甘草定能够有效减少水肿液的渗出，见图 2。
|
| 与Sham组比较，a P < 0.001;与CLP组比较，bP < 0.01 图 2 肺湿重与干重比值柱状图 Fig 2 Histogram of ratio of lung wet weight to dry weight |
|
|
Sham组大鼠肺组织均可见肺泡结构完整，肺泡壁未见明显增厚，且无明显炎性细胞浸润。CLP组肺组织可见肺泡结构破坏，肺泡壁增厚并且炎症细胞大量浸润；而CLP+GLA组肺组织可见肺泡结构较CLP组相对完整，且肺泡壁增厚程度降低，炎症细胞浸润减少，较CLP组损伤减轻，见图 3。
|
| Sham组肺部可见完整的肺泡结构；肺泡壁厚度正常，未见明显炎性细胞浸润。CLP组肺泡失去其完整性结构；肺泡壁厚度显著增加，可见大量炎性细胞浸润。CLP+GLA组肺泡结构受到不同程度的破坏；肺泡壁亦增厚，可见少许炎性细胞浸润 图 3 各组大鼠肺组织病理学改变 Fig 3 Lung histopathological changes in each group |
|
|
Sham组MPO-DNA复合物水平含量较低，CLP组MPO-DNA复合物水平含量较Sham组明显升高（P＜0.05），而CLP+GLA组MPO-DNA复合物水平含量较CLP组降低（P＜0.05），表明光甘草定可抑制脓毒症肺损伤所致的NETs的标志物MPO-DNA复合物水平升高，见图 4。
|
| 与Sham组比较，a P < 0.001; 与CLP组比较，bP < 0.01 图 4 ELISA检测各组大鼠血浆MPO-DNA复合物水平 Fig 4 Plasma MPO-DNA complex levels were detected by ELISA in each group |
|
|
Sham组IL-1β和IL-18含量较低，CLP组IL-1β和IL-18水平含量较Sham组明显升高（ P＜0.05），而CLP+GLA组IL-1β和IL-18水平含量较CLP降低（P＜0.05），表明光甘草定可抑制CLP所致的IL-1β和IL-18水平，减轻肺组织损伤，见表 1，图 5。
| 组别 | 动物数（只） | IL-1β | IL-18 | MPO-DNA |
| Sham组 | 8 | 91.50±22.61 | 9.59±3.20 | 24.69±5.73 |
| CLP组 | 8 | 292.30±125.85a | 22.37±6.75a | 45.45±5.81a |
| CLP+GLA组 | 8 | 183.50±44.87b | 16.55±3.18b | 33.45±10.01b |
| F值 | 13.22 | 14.90 | 32.12 | |
| P值 | P＜0.05 | P＜0.05 | P＜0.05 | |
| 注: 与Sham组比较aP < 0.05；与CLP组比较bP < 0.05。IL-1β: 白细胞介素-1β，IL-18:白细胞介素-18，MPO: 髓过氧化物酶 | ||||
|
| 与Sham组比较，a P < 0.001; 与CLP组比较，bP < 0.05 图 5 ELISA检测各组大鼠焦亡相关炎症因子IL-1β和IL-18表达 Fig 5 The expression of IL-1β and IL-18 were detected by ELISA in each group |
|
|
用Western blot法检测了大鼠肺组织中焦亡蛋白Caspase-1的表达水平以及其活化之后的Cleaved-caspase-1表达水平。与Sham组大鼠相比，CLP组大鼠肺组织中Caspase-1及Cleaved-caspase-1蛋白阳性信号表达增强，CLP+G组LA组肺组织Caspase-1阳性细胞分布与Sham组相似, Cleaved-caspase-1阳性信号高于Sham组。说明：脓毒症肺损伤时，肺组织总体焦亡水平增高，肺组织呈现急性炎症性损伤状态, 光甘草定可以减少细胞焦亡，见图 6。
|
| vs. Sham组，a P < 0.001; vs. CLP组，bP < 0.01 图 6 A: 各组大鼠肺组织Caspase-1、Cleaved-caspase1焦亡蛋白; B各组大鼠肺组织Western-Blot结果相对表达量的柱状 Fig 6 A: Lung Caspase-1, Cleaved caspase1 pyrocytotic protein in each group; B Column of Western Blot results of lung tissue of rats in each group |
|
|
脓毒症是医院最常见的危急重症之一，是机体对感染反应失控而引起的致死性器官功能障碍，最常见的就是引起急性肺损伤。急性肺损伤易引起危重患者呼吸衰竭，难以控制的炎症是急性肺损伤高发病率和病死率的主要原因[14-15]。因此，寻找可缓解脓毒症引起肺损伤的药物具有重要意义。有研究表明，豆科光果甘草属植物根部的异黄酮类化合物[16]，光甘草定，可通过抗氧化作用，清除氧自由基减轻肺组织损伤[17-18]。为了证实这一结论，本研究采取动物实验，通过盲肠结扎穿刺术建立脓毒症模型，给予光甘草定干预，并设置假手术组作为对照，运用系列实验探究光甘草定是否能减轻脓毒症引起的肺损伤，并进一步探讨其机制。
急性肺损伤的重要特征是引起高肺液含量，因而本研究中通过肺泡灌洗液蛋白含量和肺湿/干重比来评估肺组织损伤程度。结果表明，脓毒症组中肺泡灌洗液总蛋白浓度及肺水肿程度较假手术组明显增大、加重，表明在盲肠结扎穿刺术刺激下，血管通透性增加，含有蛋白质的水肿液渗出增加，形成湿肺，提示建模成功。同时，光甘草定组肺泡灌洗液总蛋白浓度较脓毒症组明显减小，肺水肿程度也明显减轻，表明光甘草定能够有效减少水肿液的渗出。另外，组织病理学也可证实光甘草定具有减轻肺组织损伤的作用，脓毒症组大鼠肺组织可见肺泡结构破坏，肺泡壁增厚并且炎症细胞大量浸润，而假手术组无以上情况。光甘草定干预后肺组织的肺泡结构又较脓毒症组相对完整，且肺泡壁增厚程度降低，炎症细胞浸润减少，表明肺组织损伤减轻。
中性粒细胞和肺泡巨噬细胞是参与急性肺损伤中的主要免疫细胞，两者在炎症的发展中起着至关重要的作用[19-20]。在感染时，中性粒细胞被招募到感染部位，并采用吞噬作用、脱颗粒作用和NETs三种主要方式来对抗病原微生物。NETs是染色质纤维、抗菌肽和弹性蛋白酶、组织蛋白酶G和髓过氧化物酶等酶混合的网状结构[21]，可诱捕并杀灭多种病原微生物。虽然NETs作为一种抗菌机制发挥作用，但过量会对机体造成损伤[22-24]。细胞焦亡主要被定义为caspase-1依赖性死亡形式[25]。活化的caspase-1切割GSDMD以产生成熟的GSDMD，诱导膜上的孔形成，导致细胞肿胀、质膜破裂和细胞内促炎内容物的释放，导致炎症加重[26-27]。Chen等[9]研究证明NETs衍生的HMGB1在急性肺损伤的发展中发挥促炎细胞因子的作用，触发肺泡巨噬细胞分子事件的级联反应，揭示了NETs介导的细胞焦亡在急性肺损伤中的促炎作用。Li等[28]发现肺泡内中性粒细胞释放的NETs和肺泡巨噬细胞焦亡容易在ARDS中发生，NETs的形成加剧了肺泡巨噬细胞焦亡，从而导致肺损伤。
Gu等[29]研究表明，光甘草定抑制HMGB1/TLR9通路，减少NETs形成，减少炎症因子的表达，显著提高CLP诱导脓毒症小鼠的存活率，减轻肺损伤，改善肺功能。Yao等[12]发现光甘草定可以通过抑制NF-kB和MAPK信号通路来减少炎症，从而改善由金黄色葡萄球菌引起的急性肺损伤。
因此，为进一步探讨光甘草定缓解脓毒症后肺损伤的机制，本研究通过酶联免疫吸附实验、Western blot法检测光甘草定是否通过调控NETs从而影响细胞焦亡。结果显示，脓毒症组大鼠较假手术组血浆中的NETs标志物MPO含量明显增多，焦亡相关炎症因子IL-1β和IL-18浓度明显升高，肺组织中焦亡蛋白caspase-1表达增强；同时，光甘草定干预后，血浆中MPO和炎症因子含量均较脓毒症组降低，肺组织中焦亡蛋白caspase-1表达明显减弱。以上结果与其他学者研究一致，NETs可作为免疫细胞间的信息交流的媒介，诱导肺泡巨噬细胞Caspase-1激活，焦亡蛋白caspase-1随着NETs的增加而增加，活化的caspase-1对焦亡相关炎症因子IL-1β和IL-18前体进行切割，形成有活性的IL-1β和IL-18，并释放到胞外，从而诱导组织器官损伤。并且结果证实，光甘草定能通过减少NETs形成及细胞焦亡，抑制IL-1β和IL-18焦亡相关炎症因子的表达，缓解盲肠结扎术诱导脓毒症大鼠的肺损伤，改善肺功能。
综上所述，本研究结果表明，脓毒症肺损伤时大鼠肺组织中NETs生成及细胞焦亡增加，产生炎性因子风暴，导致肺部炎性损伤加重。抗炎性药物光甘草定可以抑制NETs的产生并且有效减少肺组织中细胞焦亡发生，从而缓解肺组织炎性损伤。因此，光甘草定在治疗脓毒症肺损伤方面具有广阔的临床应用前景，如了解其对急性肺损伤的NETs及细胞焦亡作用机制后，可考虑进行相应的靶向抑制，有望降低脓毒症肺损伤过高的病死率。但本研究方法较为单一，只探究了光甘草定对脓毒症肺损伤大鼠NETs及细胞焦亡的影响，还应采用NETs抑制剂对大鼠进行外源性干预治疗等，故其具体机制还有待进一步研究探索。
利益冲突 所有作者声明无利益冲突
作者贡献声明 张利鹏：研究设计、基金支持；杨铃清，马辰东：论文撰写、统计分析；王敏，李增亮：实验操作、数据收集及整理；王雷：重症专业指导、论文修改
| [1] | Blanch-Ruiz MA, Ortega-Luna R, Martínez-Cuesta MÁ, et al. The neutrophil secretome as a crucial link between inflammation and thrombosis[J]. Int J Mol Sci, 2021, 22(8): 4170. DOI:10.3390/ijms22084170 |
| [2] | Vincent JL, Jones G, David S, et al. Frequency and mortality of septic shock in Europe and North America: a systematic review and meta-analysis[J]. Crit Care, 2019, 23(1): 196. DOI:10.1186/s13054-019-2478-6 |
| [3] | Park I, Kim M, Choe K, et al. Neutrophils disturb pulmonary microcirculation in sepsis-induced acutelung injury[J]. Eur Respir J, 2019, 53(3): 1800786. DOI:10.1183/13993003.00786-2018 |
| [4] | Butt Y, Kurdowska A, Allen TC. Acute lung injury: a clinical and molecular review[J]. Arch Pathol Lab Med, 2016, 140(4): 345-350. DOI:10.5858/arpa.2015-0519-RA |
| [5] | Zhang H, Liu JL, Zhou YL, et al. Neutrophil extracellular traps mediate m6A modification and regulates sepsis-associated acute lung injury by activating ferroptosis in alveolar epithelial cells[J]. Int J Biol Sci, 2022, 18(8): 3337-3357. DOI:10.7150/ijbs.69141 |
| [6] | Bellani G, Laffey JG, Pham T, et al. Epidemiology, patterns of care, and mortality for patients with acute respiratory distress syndrome in intensive care units in 50 countries[J]. JAMA, 2016, 315(8): 788-800. DOI:10.1001/jama.2016.0291 |
| [7] | Sweeney RM, Griffiths M, McAuley D. Treatment of acute lung injury: current and emerging pharmacological therapies[J]. Semin Respir Crit Care Med, 2013, 34(4): 487-498. DOI:10.1055/s-0033-1351119 |
| [8] | Brinkmann V, Reichard U, Goosmann C, et al. Neutrophil extracellular traps kill bacteria[J]. Science, 2004, 303(5663): 1532-1535. DOI:10.1126/science.1092385 |
| [9] | Chen LS, Zhao YF, Lai DM, et al. Neutrophil extracellular traps promote macrophage pyroptosis in sepsis[J]. Cell Death Dis, 2018, 9(6): 597. DOI:10.1038/s41419-018-0538-5 |
| [10] | Zhang JH, Wu XH, Zhong BY, et al. Review on the diverse biological effects of glabridin[J]. Drug Des Devel Ther, 2023, 17: 15-37. DOI:10.2147/DDDT.S385981 |
| [11] | Zhang LP, Zhao Y, Liu GJ, et al. Glabridin attenuates lipopolysaccharide-induced acute lung injury by inhibiting p38MAPK/ERK signaling pathway[J]. Oncotarget, 2017, 8(12): 18935-18942. DOI:10.18632/oncotarget.14277 |
| [12] | Yao L, Sun T. Glycyrrhizin administration ameliorates streptococcus aureus-induced acute lung injury[J]. Int Immunopharmacol, 2019, 70: 504-511. DOI:10.1016/j.intimp.2019.02.046 |
| [13] | Keshari RS, Verma A, Barthwal MK, et al. Reactive oxygen species-induced activation of ERK and p38 MAPK mediates PMA-induced NETs release from human neutrophils[J]. J Cell Biochem, 2013, 114(3): 532-540. DOI:10.1002/jcb.24391 |
| [14] | Fan E, Brodie D, Slutsky AS. Acute respiratory distress syndrome: advances in diagnosis and treatment[J]. JAMA, 2018, 319(7): 698-710. DOI:10.1001/jama.2017.21907 |
| [15] | Máca J, Jor O, Holub M, et al. Past and present ARDS mortality rates: a systematic review[J]. Respir Care, 2017, 62(1): 113-122. DOI:10.4187/respcare.04716 |
| [16] | Ding YM, Brand E, Wang WQ, et al. Licorice: resources, applications in ancient and modern times[J]. J Ethnopharmacol, 2022, 298: 115594. DOI:10.1016/j.jep.2022.115594 |
| [17] | Zhang LP, Zhao Y, Liu GJ, et al. Glabridin attenuates lipopolysaccharide-induced acute lung injury by inhibiting p38MAPK/ERK signaling pathway[J]. Oncotarget, 2017, 8(12): 18935-18942. DOI:10.18632/oncotarget.14277 |
| [18] | Thiyagarajan P, Chandrasekaran CV, Deepak HB, et al. Modulation of lipopolysaccharide-induced pro-inflammatory mediators by an extract of Glycyrrhiza glabra and its phytoconstituents[J]. Inflammopharmacology, 2011, 19(4): 235-241. DOI:10.1007/s10787-011-0080-x |
| [19] | Soehnlein O, Lindbom L. Phagocyte partnership during the onset and resolution of inflammation[J]. Nat Rev Immunol, 2010, 10(6): 427-439. DOI:10.1038/nri2779 |
| [20] | Kobayashi SD, Malachowa N, DeLeo FR. Neutrophils and bacterial immune evasion[J]. J Innate Immun, 2018, 10(5/6): 432-441. DOI:10.1159/000487756 |
| [21] | Dąbrowska D, Jabłońska E, Garley M, et al. New aspects of the biology of neutrophil extracellular traps[J]. Scand J Immunol, 2016, 84(6): 317-322. DOI:10.1111/sji.12494 |
| [22] | Silva CMS, Wanderley CWS, Veras FP, et al. Gasdermin D inhibition prevents multiple organ dysfunction during sepsis by blocking NET formation[J]. Blood, 2021, 138(25): 2702-2713. DOI:10.1182/blood.2021011525 |
| [23] | Lefrançais E, Mallavia B, Zhuo HJ, et al. Maladaptive role of neutrophil extracellular traps in pathogen-induced lung injury[J]. JCI Insight, 2018, 3(3): e98178. DOI:10.1172/jci.insight.98178 |
| [24] | Yang SF, Qi HZ, Kan KJ, et al. Neutrophil extracellular traps promote hypercoagulability in patients with sepsis[J]. Shock, 2017, 47(2): 132-139. DOI:10.1097/SHK.0000000000000741 |
| [25] | Shi JJ, Gao WQ, Shao F. Pyroptosis: gasdermin-mediated programmed necrotic cell death[J]. Trends Biochem Sci, 2017, 42(4): 245-254. DOI:10.1016/j.tibs.2016.10.004 |
| [26] | Shi JJ, Zhao Y, Wang K, et al. Cleavage of GSDMD by inflammatory caspases determines pyroptotic cell death[J]. Nature, 2015, 526(7575): 660-665. DOI:10.1038/nature15514 |
| [27] | Bergsbaken T, Fink SL, Cookson BT. Pyroptosis: host cell death and inflammation[J]. Nat Rev Microbiol, 2009, 7(2): 99-109. DOI:10.1038/nrmicro2070 |
| [28] | Li HT, Li Y, Song C, et al. Neutrophil extracellular traps augmented alveolar macrophage pyroptosis via AIM2 inflammasome activation in LPS-induced ALI/ARDS[J]. J Inflamm Res, 2021, 14: 4839-4858. DOI:10.2147/JIR.S321513 |
| [29] | Gu JR, Ran XF, Deng J, et al. Glycyrrhizin alleviates sepsis-induced acute respiratory distress syndrome via suppressing of HMGB1/TLR9 pathways and neutrophils extracellular traps formation[J]. Int Immunopharmacol, 2022, 108: 108730. DOI:10.1016/j.intimp.2022.108730 |