2021, Vol. 30
2. 广东省骨科研究院·广东省骨科医院，广东省骨与关节退行性疾病重点实验室，广州 510630;
3. 中国人民解放军南部战区总医院重症医学科，广州 510010
2. Academy of Orthopedics, Guangdong Province, Guangdong Provincial Key Laboratory of Bone and Joint Degenerative Diseases, the Third Affiliated Hospital of Southern Medical University, Guangzhou 510630, China;
3. Department of Intensive Care Unit, General Hospital of Southern Theater Command, PLA, Guangzhou 510010, China
中暑（heat stroke）是一种严重威胁生命的热相关疾病，严重时可发展为重症中暑（severe heat stroke），并常合并多器官功能障碍综合征（multiple organ dysfunction syndrome，MODS），病死率可达40%~70%[1-4]。急性肺损伤（acute lung injury，ALI）是重症中暑患者最常见的一种早期并发症，主要临床表现为急性肺淤血和肺水肿，经积极降温处理仍不能阻止其进展，而且一旦出现该并发症往往病情危重，病死率高，直接影响预后[5-7]。笔者团队前期临床研究通过分离重症中暑患者支气管肺泡灌洗液（bronchoalveolar lavage fluid，BALF）和肺泡巨噬细胞，发现其肿瘤坏死因子-α（tumor necrosis factor，TNF-α）和白介素-6（interleukin-6, IL-6）的水平明显增高[8]；动物实验也发现，低强度的热刺激即可导致动物出现ALI的病理改变，随着热刺激强度和时间的延长，重症中暑动物的肺组织病理改变呈进行性加重趋势，并且降温处理并不能阻止肺损伤的进展[7, 9]。但目前为止，介导重症中暑过程中ALI发生以及发展的机制并不明确。
肺微血管内皮细胞（pulmonary microvascular endothelial cells，PMVECs）作为热损伤后肺组织中应对高热刺激的第一道屏障，在重症中暑导致的肺部炎症反应以及肺水肿形成中起着重要作用[6, 10]。笔者团队前期研究发现，热打击可以导致PMVECs损伤，进一步使用重症中暑小鼠血清刺激PMVECs后，可以促进PMVECs的黏附能力，使单核细胞易于附壁，加重炎症反应及ALI[11]。因而，对热打击导致的PMVECs损伤机制进行研究，将有助于阐明重症中暑ALI的分子机制，也为临床从内皮细胞损伤角度出发，有针对性地预防重症中暑，甚至MODS方面提供新的策略和药物靶点。
1 材料与方法 1.1 实验动物SPF级，C57BL/6小鼠，雄性，6~8周龄，体质量22~25 g，由南方医科大学实验动物中心提供，许可证号：SCXK（粤）2016-0167。所有饲养及实验皆依照《南方医科大学实验动物管理办法（试行）》和《南方医科大学动物实验伦理审查指南（试行）》原则进行。
1.2 实验仪器多功能酶标仪（Molecular Devices，美国）；Image J图像工作站（Kodak）；超净工作台（中国）；二氧化碳孵箱（SANYO，日本）；低温离心机（Allegra X-22R，BECKMAN COULTER，美国）；转膜仪（Amersham Phamacia Biotech）；凝胶成分析仪（VilberLounnat）；数据处理系统（SANYO，日本）；图像分析（SANYO，日本）；倒置相差显微镜（Leica，SP2 AOBS，德国）；激光共聚焦扫描显微镜（Leica，SP2 AOBS，德国）；流式细胞仪（Becton Dickinson，FACSCalibur，美国）。
1.3 实验试剂DMEM高糖培养基、胎牛血清（FBS）、胰酶、双抗，均购自Gibco公司；BCA蛋白定量试剂盒购自贝博公司；组织、细胞总蛋白提取试剂盒，胞质和线粒体分离提取试剂盒购自贝博公司；0.2 μm转印膜购自Millipore公司；Juglone购自Selleck公司；DHE购自Molecular Probes公司；SOD、ROS和MDA ELISA试剂盒购买于Thermo Scientific™公司；Pin1、cleaved caspase-9、cleaved caspase-3等抗体均购自Abcam；GAPDH抗体、辣根过氧化物酶标记山羊抗小鼠IgG（H+L）、辣根过氧化物酶标记山羊抗兔IgG（H+L）以及荧光二抗均购自碧云天公司。
1.4 PMVECs原代分离、培养小鼠PMVECs的原代分离具体操作如下：分离细胞前用1%明胶包被培养瓶37℃过夜，加入细胞悬液前洗出明胶并晾干残余液体。野生型SPF级6~8周龄C57小鼠，颈椎脱臼处死小鼠后，70%乙醇消毒，迅速取小鼠肺脏，置于30 mL冰浴的基础培养基（DMEM含体积分数20%胎牛血清及1%青链霉素双抗）中，将肺叶小心剪下，去除可见的支气管，轻摇试管以去掉器官表面的红细胞。将肺组织移至干净培养皿中，用剪刀剪成碎块，并用15 mL预热的胶原酶溶液（1 mg/mL）37 ℃孵育60 min，消化过程中轻轻震荡以消化均匀。16 G金属针头接20 mL注射器抽吸研磨细胞悬液15~18次，制成单个细胞悬液，并用70 µm细胞筛过滤，400 g离心10 min，弃上清液，6 mL基础培养基重悬细胞。加入30 µL抗小鼠CD31磁珠，充分混匀后放入4℃冰箱孵育20 min，将分选柱置于磁力架上，使用含EDTA的PBS漂洗分选柱3次，每次5 mL。漂洗后加入孵育好磁珠的细胞悬液，结合有磁珠的原代内皮细胞即贴附在分选柱管壁上，细胞悬液过完分选柱后用PBS漂洗分选柱3次，将得到的原代内皮细胞加入5 mL含20% FBS及1%双抗的培养基，接种在明胶包被的培养瓶中，48 h后换液。
1.5 建立热打击体外模型参照前期实验方法建立细胞热打击模型[1, 12]，即实验前一天PMVECs按1.0×105/mL密度将细胞铺于培养皿中，实验分组：37 ℃作为对照组，43 ℃为热打击组。对照组细胞始终置于37 ℃、5% CO2细胞培养箱中。热打击组用封口膜密封细胞培养瓶口后，置于恒温水浴箱中，细胞培养瓶保持液面距离5 cm（同一位置放置温度计监测温度），水浴箱温度维持于（43±0.5）℃，热打击时间为2 h，热打击后将细胞置于37 ℃、5% CO2细胞培养箱中按不同时间点（1、3、6、12 h）进行复温；HS+Pin1抑制剂组，使用Pin1抑制剂Juglone（1 µmol/L）提前1 h进行预处理[12]，之后在43 ℃进行热打击2 h，热打击后将细胞置于37 ℃、5% CO2细胞培养箱中继续培养12 h。
1.6 建立热打击体内模型参照前期实验方法[12]通过热打击的方法构建小鼠重症中暑模型，将小鼠按随机数字表法分为：室温对照组、热打击组、热打击组+Juglone组，其中Joglone（1 mg/kg）于热打击前连续3 d腹腔注射，达到重症中暑诊断标准后，小鼠移至室温复温12 h；各组动物在室温[(25.0±0.5) ℃]下恢复6 h。室温对照组小鼠始终置于室温下；热打击组小鼠置于仿真气候舱内（系笔者所在单位公共卫生与热带医学学院仿真气候室），舱内温度（35.5±0.5）℃，湿度（60±5）%，肛温表监测小鼠直肠温度（rectal temperature, Tc），每隔15 min监测1次。重症中暑诊断标准：核心体温达到43 ℃，维持时间超过1 min。达到重症中暑诊断标准后，小鼠移至室温按不同时间点复温（1、3、6、12 h）。在各复温时间点行腹腔注射乌拉坦麻醉后，留取血分离血清，切开胸腔，完整分离肺组织，冰盐水灌洗后分别常规行组织切片、提取组织总蛋白等备用于后续实验。
1.7 Western blot检测目的蛋白的表达情况收集对照组与热打击组的PMVECs和重症中暑小鼠肺组织，按组织细胞蛋白提取试剂盒说明书操作提取总蛋白。BCA法定量后，SDS聚丙烯酰胺凝胶电泳后，将蛋白转移至硝酸纤维素膜，5%BSA封闭液室温封闭2 h，洗膜后加入Pin1、cleaved caspase-9和cleaved caspase-3等一抗（1∶1 000）4 ℃过夜，TBST洗3遍后，加入二抗（1∶5 000）室温孵育2 h后使用化学发光剂ECL进行反应、曝光。
1.8 细胞中O2-˙检测取生长状态良好的对数生长期的各组细胞，离心收集单细胞悬液（200 g离心5 min，PBS漂洗5 min×3次，弃上清液。PBS重悬，上述的样品中加入1 µmol/L DHE，置于37 ℃避光孵育30 min，荧光显微镜下观察各组细胞中O2-˙的释放情况。
1.9 HE染色取各组肺组织进行固定和石蜡包埋，切片后行苏木精-伊红（htoxylin eosin，HE）染色，主要步骤如下：切片加入苏木精染液约5~8 min，自来水冲洗10~15 min，室温下盐酸酒精分化30~45 s，自来水冲洗至返蓝，伊红染液复染30~45 s，自来水冲洗，梯度酒精脱水、二甲苯透明，中性树胶封片，光镜下观察比较各组动物肺组织病理学变化。
1.10 组织免疫组化检测小鼠组织中Pin1免疫组化检测采用链霉素抗生物素蛋白-过氧化酶法（SP法）进行检测，具体步骤：组织石蜡切片在60 ℃的恒温箱中烘烤过夜，脱蜡和水化，3%过氧化氢处理、高温修复、血清封闭、滴加一抗4 ℃（Pin1，浓度1∶100）过夜；室温复温30 min，PBS洗涤5 min×3次；加二抗，37 ℃孵育30 min，PBS洗涤5 min×3次；滴加三抗试剂，37 ℃孵育30 min，PBS洗涤5 min×3次；苏木精复染，蒸馏水冲洗，梯度酒精脱水、二甲苯透明、中性树胶封片，光镜下观察组织Pin1表达情况。
1.11 TUNEL法检测组织凋亡将石蜡包埋的组织切片置于染色盒中，将洗涤后的组织切片中加入含2%过氧化氢的PBS，室温孵育5 min，PBS洗5 min×2次，滴加适量的TdT酶缓冲液，37 ℃湿盒中反应1 h，加入37 ℃洗涤与终止反应的缓冲液37 ℃下反应30 min，PBS洗5 min×3次，加100 μL HRP 30 min。PBS洗5 min×4次，加100 μL DAB混合液15 min。使用去离子水洗涤后，用苏木精复染，4 s后自来水冲洗，梯度酒精脱水、二甲苯透明、中性树胶封片，显微镜下观察组织中凋亡情况。
1.12 统计学方法采用SPSS 19.0统计软件包进行分析。计量资料采用均数±标准差（Mean±SD）表示；两组间计量资料的均数比较采用t检验；多组间计量资料均数比较，使用方差分析并先用Levene法进行方差齐性检验，若方差齐性的基础上应用单因素方差分析（one-way ANOVA），组间差异用LSD-t法比较，方差不齐则采用Games-Howell方法，以P < 0.05为差异有统计学意义。
2 结果 2.1 热打击诱导PMVECs中Pin1、cleaved caspase-9、cleaved caspase-3表达以及O2-˙释放为检测热打击对PMVECs损伤的影响，本研究观察了43 ℃热打击2 h后不同复温时间点（1、3、6、12 h）PMVECs中Pin1、cleaved caspase-9、cleaved caspase-3表达，以及氧化应激损伤情况。结果显示，热打击后复温1 h即可诱导PMVECs中Pin1的表达，并呈现复温时间依赖性增加（图 1A），各组之间比较总体上差异有统计学意义（F=771.6，P < 0.05，图 1B）；cleaved caspase-9在热打击后复温3 h开始表达，随着复温时间的延长其表达不断增多（图 1A），各组之间比较总体上差异有统计学意义（F=729.8，P < 0.05，图 1C）；cleaved caspase-3在热打击后复温3 h开始表达，随着复温时间的延长其表达不断增多，趋势与cleaved caspase-9一致（图 1A），各组之间比较总体上差异有统计学意义（F=1 084，P < 0.05，图 1D）；同时，热打击后复温1 h开始PMVECs中开始出现O2-˙的释放，随着复温时间的延长其释放呈现增多趋势（图 1E）。
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| A：Western blot分别检测PMVECs中Pin1、cleaved caspase-9、cleaved caspase-3的表达情况；B：各组PMVECs中Pin1蛋白相对表达；C：各组PMVECs中cleaved caspase-9蛋白相对表达；D：各组PMVECs中cleaved caspase-3蛋白相对表达；E：DHE染色（1 µmol/L）检测细胞中O2-˙水平；与对照组比较，aP < 0.05，n=6 图 1 热打击诱导PMVECs中Pin1、cleaved caspase-9、cleaved caspase-3表达，以及O2-˙释放 Fig 1 Heat stress induces Pin1, cleaved caspase-9, cleaved caspase-3 expression and O2-˙ release |
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进一步通过对小鼠进行热打击建立小鼠重症中暑模型，并检测了不同复温时间点（1、3、6、12 h）热打击小鼠肺组织中Pin1、cleaved caspase-9、cleaved caspase-3表达，以及氧化应激情况，结果显示，热打击小鼠复温1 h其肺组织中Pin1即开始表达，并呈现复温时间依赖性增加（图 2A），各组之间比较总体上差异有统计学意义（F=1 035，P < 0.05，图 2B）；cleaved caspase-9在热打击后复温3 h开始表达，随着复温时间的延长其表达不断增多（图 2A），各组之间比较总体上差异有统计学意义（F=1 773，P < 0.05，图 2C）；cleaved caspase-3也在热打击后复温3 h开始表达，随着复温时间的延长其表达不断增多，趋势与cleaved caspase-9一致（图 2A），各组之间比较总体上差异有统计学意义（F=1 252，P < 0.05，图 2D）；同时，热打击诱导了小鼠肺组织中氧化-抗氧化系统失衡，表现为热打击后小鼠肺组织中MDA的持续释放，各组之间比较总体上差异有统计学意义（F=114.2，P < 0.05，图 2E）；而SOD水平持续抑制，各组之间比较总体上差异有统计学意义（F=99.15，P < 0.05，图 2F）。
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| A：Western blot分别检测肺组织中Pin1、cleaved caspase-9、cleaved caspase-3的表达情况；B：各组测肺组织中Pin1蛋白相对表达；C：定量分析各组肺组织中cleaved caspase-9蛋白相对表达；D：定量分析各组肺组织中cleaved caspase-3蛋白相对表达；E：各组肺组织中MDA的含量；F：各组肺组织中SOD的含量；与对照组比较，aP < 0.05，n=6 图 2 热打击诱导小鼠肺组织中Pin1、cleaved caspase-9、cleaved caspase-3表达，以及氧化应激反应 Fig 2 Heat stress induced Pin1, cleaved caspase-9, cleaved caspase-3 and oxidative stress response in the lung tissue |
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为明确Pin1在热打击后PMVECs中的作用，本研究使用Pin1的特异性抑制剂Juglone对PMVECs进行预处理，结果显示与对照组相比，热打击组PMVECs中Pin1明显增高（图 3A），两组比较差异有统计学意义（t=37.03，P < 0.05，图 3B）；使用Pin1的特异性抑制剂Juglone后，与热打击组比较，热打击+Juglone组PMVECs中Pin1被抑制（图 3A），两组比较差异有统计学意义（t=18.32，P < 0.05，图 3B）；与对照组相比，热打击组PMVECs中cleaved caspase-9明显增高（图 3A），两组比较差异有统计学意义（t=48.15，P < 0.05，图 3C）；使用Pin1的特异性抑制剂Juglone后，与热打击组比较，热打击+Juglone组PMVECs中cleaved caspase-9被抑制（图 3A），两组比较差异有统计学意义（t=20.19，P < 0.05，图 3C）；与对照组相比，热打击组PMVECs中cleaved caspase-3明显增高（图 3A），两组比较差异有统计学意义（t=48.15，P < 0.05，图 3D）；使用Pin1的特异性抑制剂Juglone后，与热打击组比较，热打击+Juglone组PMVECs中cleaved caspase-3被抑制（图 3A），两组比较差异有统计学意义（t=20.19，P < 0.05，图 3D）；进一步DHE染色实验发现，抑制Pin1的表达后可以明显抑制O2-˙的释放（图 3E）。
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| A：Western blot分别检测PMVECs中Pin1、cleaved caspase-9、cleaved caspase-3的表达情况；B：各组PMVECs中Pin1蛋白相对表达；C：各组PMVECs中cleaved caspase-9蛋白相对表达；D：各组PMVECs中cleaved caspase-3蛋白相对表达；E：DHE染色（1 µmol/L）检测细胞中O2-˙水平；与对照组比较，aP < 0.05，与HS组比较，bP < 0.05，n=6 图 3 抑制Pin1可以明显减轻热打击诱导的PMVECs中Pin1、cleaved caspase-9、cleaved caspase-3表达，以及O2-˙释放 Fig 3 Pin1 inhibition significantly reduced heat stress induced Pin1, cleaved caspase-9, cleaved caspase-3 expression and O2-˙ release |
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为明确Pin1在热打击后小鼠肺损伤中的作用，本研究使用Pin1的特异性抑制剂Juglone对小鼠进行预处理，病理结果显示，热打击后小鼠肺组织间隙增宽，间质血管明显扩张充血，肺泡结构模糊，肺泡上皮细胞损伤、脱落，肺泡腔出现渗出液甚至出血等；使用Pin1的特异性抑制剂Juglone可以明显减轻热打击导致的小鼠肺组织的病理损伤。免疫组化染色发现，热打击后Pin1在肺组织中的表达升高，使用Juglone后可以明显抑制Pin1表达；TUNEL染色显示，热打击后诱导了小鼠肺组织出现大面积凋亡，抑制Pin1表达后可以明显减轻热打击诱导的肺组织凋亡的发生，见图 4。
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| A：HE染色检测各组小鼠的病理改变情况；B：免疫组化染色检测各组小鼠肺组织中Pin1表达情况；C：TUNEL染色检测各组小鼠肺组织凋亡情况 图 4 抑制Pin1可以明显减轻热打击后小鼠肺组织的病理损伤、Pin1表达以及凋亡的发生 Fig 4 Pin1 inhibition significantly reduced heat stress induced the pathological damage of lung tissue, Pin1 expression and apoptosis |
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进一步Western blot实验结果显示，与对照组相比，热打击组肺组织中Pin1明显增高（图 5A），两组比较差异有统计学意义（t=43.86，P < 0.05，图 5B）；使用Pin1的特异性抑制剂Juglone后，与热打击组比较，热打击+Juglone组肺组织中Pin1被抑制（图 5A），两组比较差异有统计学意义（t=29.92，P < 0.05，图 5B）；与对照组相比，热打击组肺组织中cleaved caspase-9明显增高（图 5A），两组比较差异有统计学意义（t=46.54，P < 0.05，图 5C）；使用Pin1的特异性抑制剂Juglone后，与热打击组比较，热打击+Juglone组肺组织中cleaved caspase-9被抑制（图 5A），两组比较差异有统计学意义（t=34.95，P < 0.05，图 5C）；与对照组相比，热打击组肺组织中cleaved caspase-3明显增高（图 5A），两组比较差异有统计学意义（t=46.33，P < 0.05，图 5D）；使用Pin1的特异性抑制剂Juglone后，与热打击组比较，热打击+Juglone组肺组织中cleaved caspase-3被抑制（图 5A），两组比较差异有统计学意义（t=24.34，P < 0.05，图 5D）。
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| A：Western blot分别检测肺组织中Pin1、cleaved caspase-9、cleaved caspase-3的表达情况；B：各组肺组织中Pin1蛋白相对表达；C：各组肺组织中cleaved caspase-9蛋白相对表达；D：各组肺组织中cleaved caspase-3蛋白相对表达；E：各组肺组织中MDA的含量；F：各组肺组织中SOD的含量；与对照组比较，aP < 0.05；与热打击组比较，bP < 0.05，n=6 图 5 抑制Pin1可以明显减轻热打击后小鼠肺组织Pin1、cleaved caspase-9、cleaved caspase-3的表达，并减轻氧化应激反应 Fig 5 Pin1 inhibition significantly reduce heat stress induced Pin1, cleaved caspase-9, cleaved caspase-3 expression and oxidative stress response in the lung tissue |
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同时，抑制Pin1表达后可以促进氧化-抗氧化系统平衡的恢复，与对照组相比，热打击组肺组织中MDA明显增高（图 5E），两组比较差异有统计学意义[（1.97±0.36）nmol/mL vs（11.53±0.84）nmol/mL，t=34.01，P < 0.05]；使用Pin1的特异性抑制剂Juglone后，与热打击组比较，热打击+Juglone组肺组织中MDA被抑制（图 5E），两组比较差异有统计学意义[（11.53±0.84）nmol/mL vs（9.65±0.69）nmol/mL，t=12.52，P < 0.05]；与对照组相比，热打击组肺组织中SOD明显降低，两组比较差异有统计学意义[（79.05±4.59）U/mL vs（41.18±3.45）U/mL，t=14.89，P < 0.05]（图 5F）；使用Pin1的特异性抑制剂Juglone后，与热打击组比较，热打击+Juglone组肺组织中SOD明显恢复，两组比较差异有统计学意义[（41.18±3.45）U/mL vs（57.52±4.83）U/mL，t=5.57，P < 0.05]（图 5F）。
3 讨论中暑是指人体长时间暴露在高温、高湿环境下，中心体温超过40 ℃，导致电解质酸碱代谢紊乱以及中枢神经系统功能障碍为特征的急性热致疾病，严重时可发展为重症中暑[1, 12]。重症中暑的高病死率主要与MODS有关，呼吸系统是重症中暑首轮打击中最常受累的靶系统[13]。据报道，约85%的重症中暑患者并发MODS前曾发生呼吸衰竭，ALI导致的呼吸功能衰竭是重症中暑过程中并发MODS的重要促发因素[13]。重症中暑患者在起病早期即可出现ALI，主要临床表现为急性肺淤血和肺水肿，且程度重，经积极降温处理不能阻止其进展，严重者可发展为急性呼吸窘迫综合征（acute respiratory distress syndrome, ARDS）。笔者团队前期实验通过热打击建立重症中暑动物模型发现，低强度的热刺激即可导致动物出现ALI的病理改变，随着热刺激强度的增强和时间的延长，重症中暑动物的肺组织间隙增宽，间质血管明显扩张充血，肺泡结构模糊，肺泡上皮细胞损伤、脱落，肺泡腔出现渗出液甚至出血等，经降温处理并不能阻止肺损伤的进展[7, 9]。但目前为止，导致重症中暑过程中ALI的机制仍不明确。
Pin1（protein interaction with NIMA1，Pin1）是肽基-脯氨酰顺/反异构酶（peptidyl-prolylcis-transisomerase，PPIase）家族中一种亚型，广泛参与多种疾病的病理生理过程，如肿瘤、自身免疫性疾病、神经系统变性疾病、心血管疾病、代谢性疾病以及炎症性疾病等，并通过多条信号通路调节这些疾病的发生发展过程[14-17]。研究发现，在Pin1参与炎症介质释放的过程中，活化的单核细胞中Pin1酶活性明显增高，同时能够诱导活化的免疫细胞产生TNF-α、IL-1β等细胞因子[18-20]。研究发现，Pin1也参与了心血管和代谢性疾病的血管病变过程，主要通过引起血管内皮的损伤而加重病情的程度，如在高糖诱导的内皮细胞模型中，Pin1通过引起的线粒体氧化损伤，诱导内皮型一氧化氮合成酶（endothelial nitric oxide synthase, eNOS）失调以及调控核转录因子-κB（nuclear factor-κB）介导的炎症，引起血管内皮细胞损伤而参与糖尿病的血管病变[21]。
笔者前期研究发现，热打击诱导了主动脉内皮细胞中Pin1表达活化，并参与介导热打击诱导的血管内皮损伤[12]，但Pin1是否参与介导热打击后肺损伤的形成需要进一步研究证实。因此，本研究构建了热打击的PMVECs体外模型和重症中暑小鼠体内模型，发现热打击诱导了PMVECs和小鼠肺组织中Pin1表达呈现复温时间依赖性增加；同时，热打击诱导了PMVECs和小鼠肺组织中cleaved caspase-9、cleaved caspase-3的表达，以及氧化应激反应形成。进一步实验使用Pin1的特异性抑制剂Juglone对PMVECs和小鼠进行预处理，发现抑制Pin1后可以明显抑制热打击诱导的cleaved caspase-9、cleaved caspase-3的表达以及凋亡的形成；并且抑制Pin1后可以减轻热打击诱导的PMVECs和小鼠肺组织中氧化应激反应，促进氧化-抗氧化系统平衡的恢复。
综上所述，本实验通过构建体内外热打击模型，初步确认Pin1主要通过介导肺组织和PMVECs的氧化应激反应和凋亡发生，进而引起热打击后肺损伤的形成。但本实验仍停留在实验现象的初步观察，需进一步深入的体内外实验完善目前结论
利益冲突 所有作者均声明不存在利益冲突
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