2 广州中山大学孙逸仙医院急诊科 510120;
3 广西医科大学生理学教研室, 南宁 530021
2 Department of Emergency Medicine, Sun yat-sen Memorial Hospital, Sun yat-sen University, Guangzhou, 510120, China;
3 Department of Physiology, Guangxi Medical University, Nanning, 530021, China
肾上腺素已被用于治疗心脏骤停(cardiac arrest,CA)多年。肾上腺素增加了自主循环恢复(return of spontaneous circulation,ROSC)的可能性,但近年来研究表明它会加重心肺复苏(cardiopulmonary resuscitation,CPR)后心肌功能障碍和损害机体微循环,进而引起的复苏后心功能和微循环障碍导致患者远期生存率下降[1-3]。作为目前最有效的心肺复苏干预策略之一,亚低温治疗能够改善CPR后心肌功能障碍、生存率和远期神经功能预后[4-6]。但亚低温是否可减轻肾上腺素在复苏后早期所致的微循环障碍,从而改善复苏后心肌功能障碍和生存预后,目前国内外尚未检索到相关文献。侧流暗视野成像(sidestream dark field imaging, SDF)技术是手持式正交极化频谱成像(OPS)技术的衍生技术,是一种基于频闪LED的成像模式用于实验研究和临床观察微循环,也是目前较为理想的微循环功能评估方法[7]。因此,本研究通过构建大鼠室颤型心脏骤停/心肺复苏(CA/CPR)模型,应用心脏超声、SDF技术和乳酸分析,探讨亚低温治疗是否可改善肾上腺素在复苏中的疗效,以及是否可减轻应用肾上腺素所致的复苏后早期心功能及微循环障碍。
1 材料与方法 1.1 动物的准备选用健康雄性SD大鼠40只,体质量500~550 g(由广西医科大学实验中心提供)。研究方案通过学校动物伦理委员会批准。经腹腔注射戊巴比妥钠(45 mg/kg)麻醉、经口插入14 G气管套管以备接呼吸机用。分离并切开左股动脉以及左股静脉,分别插入预充肝素钠的PE-50管,股动脉插管通过压力换能器与WINDAQ系统(Windaq数据采集系统及分析软件,DATAQ公司,美国)连接以实时监测记录心电和动脉压。静脉管留做用药。同时经四肢皮下针头电极记录标准Ⅱ导联心电图。经股静脉采用BAT-12微探针温度计(Model BAT-12,Physitemp,美国)监测中心温度。
1.2 动物分组CPR时将大鼠随机(随机数字法)分成常温对照组(N),常温肾上腺素组(N+E)、低温对照组(H)、低温肾上腺素组(H+E)。
1.3 实验方案(1)40只大鼠应用经食道快速起搏心室诱导大鼠发生室颤(ventricular fibrillation, VF)、建立CA模型。具体操作参照文献[8-9]。起搏开始后5 min将大鼠随机(随机数字法)分组并开始常规CPR。采用动物心肺复苏装置(中山大学心肺脑复苏研究所自行研制)行机械通气,通气频率70次/min,潮气量为6 ml/kg;用自制的按压器(中山大学心肺脑复苏研究所自行研制,国家发明专利号: ZL200610037154.3)进行胸外心脏按压,频率200次/min。按压深度为大鼠胸廓前后径1/3。按压1 min时经静脉给予肾上腺素(盐酸肾上腺素注射液,福州海王福药制药有限公司,生产批号H35020177)0.02 mg/kg或生理盐水。如10 min内未恢复自主循环者放弃复苏。观察存活情况。(2)两组大鼠分别在基础状态和ROSC 4 h采血检测血浆乳酸含量,并利用超声和SDF技术监测大鼠心脏射血分数(ejection fraction,EF)和心输出量(cardiac output,CO)和舌下微循环指标。
1.4 温度控制常温组大鼠在整个实验过程中通过加热灯保持大鼠体温在(37.0 ± 0.5)℃,而低温组大鼠在按压开始即刻通过冰块、风扇迅速使大鼠体温降至(33.0 ± 0.5)℃,维持4 h。当降至目标温度时,也应用加热灯保持一定距离维持目标体温。
1.5 判断标准在快速心室起搏时出现动脉搏动波消失伴有血压下降者定义为CA,当停止心脏起搏时心电图可表现为VF、或无脉性电活动、或一条直线(全心停搏);判断ROSC的标准为出现室上性节律(包括窦性,房性或交界性心律)伴有平均动脉压 > 20 mmHg,持续1 min以上。生存时间定义为从ROSC到自主呼吸消失、或在机械通气条件下平均动脉压(mean arterial pressure, MAP)降至≤20 mmHg (1 mmHg=0.133 kPa)。
1.6 心功能测定使用小动物超声(SonixOP,Ultrasonix,Canada)在大鼠复苏后1~4 h检测EF、CO值。
1.7 血清乳酸水平检测取各组大鼠基础状态和复苏后4 h血清,使用血清乳酸含量检测试剂盒(A019-2,南京建成生物工程研究所,中国南京)按照试剂盒说明书测定。
1.8 舌下微循环监测使用侧流暗视野成像仪(MicroScan,MicroVision Medical Inc, Amsterdam, Netherlands)监测复苏后大鼠1至4 h舌下微循环情况。参照De Backer评分法[10-11]计算微循环相关指标:总血管密度(total vessel density,TVD)、灌注血管密度(perfused vessel density,PVD)、灌注血管比例(proportion of perfused vessels,PPVe)、微血管血流指数(microvascular flow index,MFI)。通过SDF观察视野内微血管内的血流状态来进行微血管血流指数评分:血液连续流动属于正常状态,计3分;缓慢流动状态,计2分;间歇流动状态,计1分;无流动状态,计0分。从而量化视野内所有微血管的平均MFI。
1.9 统计学方法SPSS17.0软件进行统计分析,计量资料使用均数±标准差(Mean±SD)表示,计数资料则使用率表示。各组比较用方差分析或Mann-Whitney U检验,率的比较用Fisher精确检验,以P < 0.05为差异有统计学意义。
2 结果 2.1 四组大鼠基础参数比较大鼠基础参数比较差异均无统计学意义, 见表 1。
组别 | 例数 | 体质量(g) | 收缩压(mmHg) | 舒张压(mmHg) | 平均压(mmHg) | 心率(次/min) | 体温(℃) |
N+E组 | 10 | 531±6 | 145±6 | 115±2 | 124±5 | 442±22 | 36.8±0.2 |
H+E组 | 10 | 530±7 | 145±5 | 113±3 | 125±4 | 441±24 | 37.0±0.1 |
N组 | 10 | 529±7 | 144±4 | 116±5 | 126±3 | 437±21 | 36.7±0.1 |
H组 | 10 | 531±7 | 146±6 | 113±6 | 125±5 | 423±19 | 37.0±0.3 |
各组ROSC时间差异无统计学意义;H+E组ROSC率明显高于H与N组(P < 0.05),N+E组ROSC率明显高于N组(P < 0.05),见表 2。
组别 | ROSC时间(s) | ROSC率 |
N+E组 | 188±60 | 9/10a |
H+E组 | 185±55 | 10/10b |
N组 | 195 | 1/10 |
H组 | 193±47 | 4/10 |
注:与N组比较,a P < 0.05;与H组比较,b P < 0.05 |
N组及N+E组大鼠保持大鼠体温在(37.0±0.5)℃。H+E组及H组大鼠在CPR时开始降温,8 min内降至目标温度(33.0±0.5)℃并维持至ROSC后4 h,见图 1。
2.4 心功能变化情况因N组只有1只大鼠ROSC,且在复苏后1 h内死亡,故不做比较。H+E组大鼠在复苏后心功能指标EF与CO值明显高于N+E组以及H组,H组大鼠在复苏后心功能指标EF与CO值明显高于N+E组(P < 0.05,图 2)。
2.5 血清乳酸变化情况比较
三组大鼠的血清乳酸水平基础状态下无统计学意义(P > 0.05)。复苏后4 h三组大鼠血清乳酸水平明显升高(P < 0.05)。H+E组大鼠血清乳酸水平明显低于N+E组以及H组(P < 0.05),N+E组大鼠血清乳酸水平明显低于H组(P < 0.05,表 3)。
组别 | 基础状态 | ROSC | 复苏后4 h |
N+E组 | 0.52±0.08 | 9/10 | 3.30±0.48 & |
H+E组 | 0.50±0.08 | 10/10 | 1.50±0.27abc |
H组 | 0.53±0.10 | 4/10 | 8.70±1.99b |
N组 | 0.52±0.06 | 1/10 | - |
注:与N+E组比较,a P < 0.05;与H组比较,bP < 0.05;与基础状态比较,cP < 0.05 |
三组大鼠的舌下微循环各指标:微血管血流指数(MFI)、总血管密度(TVD)、灌注血管密度(PVD)和灌注血管比例(PPV)基础状态下差异无统计学意义(P > 0.05)。复苏后三组大鼠的上述微循环各指标显著下降(P < 0.05)。H+E组大鼠各时间点MFI、TVD、PVD和PPV显著高于N+E组以及H组(P < 0.05),N+E组大鼠在复苏后2~4 h的TVD明显高于H组(P < 0.05,图 4)。
3 讨论本研究的结果显示:在大鼠室颤型CA/CPR模型中,肾上腺素组大鼠自主循环恢复率明显高于未用肾上腺素组。但在常温时应用肾上腺素,复苏后早期出现心功能和微循环明显障碍。而给予低温干预后,肾上腺素组的ROSC率明显高于单纯低温组,复苏后心功能和微循环明显改善。
在CPR中,肾上腺素能够发挥α肾上腺素能血管收缩效应来增加增加冠脉灌注压(coronary perfusion pressure,CPP),从而有利于机体自主循环恢复[12]。但近年来也发现,由于肾上腺素的β1受体效应增加了复苏后心肌的变时变力效应,造成心肌过度耗氧,加重复苏后心肌功能障碍的严重程度[13]。因此,复苏后心肌功能障碍是心脏骤停患者远期存活无法改善的重要原因之一[14-15]。因此,如何改善复苏后肾上腺素诱导的心肌功能障碍成为关注的热点之一[16]。亚低温治疗已被大量研究证实应用于心肺复苏具有保护作用,能够改善复苏后心肌功能和远期生存[17-19]。但其心肌保护作用是通过减少肾上腺素的不良反应,还是本身心肌保护作用,目前尚不清楚。本研究结果显示,常温条件下使用肾上腺素显著提高了ROSC率,但复苏后早期EF、CO等心功能指标明显下降;而在低温条件下使用肾上腺素10只大鼠全部恢复自主循环,而且复苏后早期EF、CO等心功能指标明显改善。但单纯低温条件不使用肾上腺素虽可稍提高ROSC率,复苏后早期EF、CO等心功能指标亦有所改善,但改善情况远不及低温肾上腺素组。因此本研究提示亚低温能够可改善肾上腺素诱导的复苏后心肌功能障碍。
微循环是指微动脉和微静脉之间的血液循环,分布在全身组织和器官中,其最根本的功能是进行血液和组织之间的物质交换,为器官提供必要的营养物质、氧气及运送代谢产物[20]。组织的低灌注和细胞缺氧可引起器官功能障碍,且持续的微循环低灌注和患者不良预后相关。实际上,微循环也已经逐渐被临床应用为评估器官功能障碍和不良预后的标记[21-22]。除此之外,机体产生的代谢产物乳酸也是目前被临床应用为评估微循环的指标之一。心脏骤停期间,氧气输送和代谢过程突然中止,乳酸等有害代谢产物不能得到有效地清除而堆积。CPR仅部分逆转了这一过程。同时,组织氧输送不足甚至可以导致持续的复苏后心肌功能障碍、血流动力学紊乱和微循环衰竭。累积的氧负债会进一步导致血管内皮细胞激活和全身炎症反应,从而能够预测随后的多器官功能障碍和死亡事件。维持良好的微循环能够改善乳酸的清除,降低氧负债。Fries等[3]在研究猪的室颤型CA/CPR模型上发现肾上腺素急剧减少了微循环血流量,并得出微循环血流与大循环血流动力学高度相关的结论。机体大循环血流动力学与心功能关系密切。因此,CA和肾上腺素本身均参与导致复苏后微循环功能障碍,复苏后心功能障碍与微循环障碍密切相关。
SDF成像数据分析为定量、半定量分析,图像处理软件进行半自主化血管识别,以形成在活体组织拍摄基础上更为清晰的血管图像。参照2007年荷兰圆桌会议推荐的舌下微循环参数系统[10-11],TVD、PVD、PPV和MFI指标评分与微循环灌注状态成正相关。高飞等[7]在研究内毒素休克兔小肠绒毛与舌下微循环改变时也证实了上述指标评分能够反映微血管的血流灌注情况。在本研究中,ROSC后全部大鼠的微循环均显著受损。说明心肺复苏后全身缺血-再灌注可致微循环严重障碍。给予亚低温干预后,MFI、TVD、PVD、PPV指标明显上调,血清乳酸明显下降;而仅给予单纯亚低温干预,MFI、TVD、PVD、PPV指标实际上均有下降趋势,但其MFI、PVD、PPV与N+E组比较却差异无统计学意义,血清乳酸明显上升。这可能是单纯低温在复苏后早期不能维持充足的灌注血供所导致的。
[1] | Sun SJ, Tang WC, Song FQ, et al. The effects of epinephrine on outcomes of normothermic and therapeutic hypothermic cardiopulmonary resuscitation[J]. Crit Care Med, 2010, 38(11): 2175-2180. DOI:10.1097/ccm.0b013e3181eedad6 |
[2] | Tang W, Weil M H, Sun S, et al. Epinephrine increases the severity of postresuscitation myocardial dysfunction[J]. Circulation, 1995, 92(10): 3089-3093. DOI:10.1161/01.CIR.92.10.3089 |
[3] | Fries M, Tang W, Chang Y, et al. Microvascular blood flow during cardiopulmonary resuscitation is predictive of outcome[J]. Resuscitation, 2006, 71(2): 248-253. DOI:10.1016/j.resuscitation.2006.02.023 |
[4] | Ding W, Shen Y, Li Q, et al. Therapeutic mild hypothermia improves early outcomes in rats subjected to severe sepsis[J]. Life Sci, 2018, 199: 1-9. DOI:10.1016/j.lfs.2018.03.002 |
[5] | Gong P, Zhao S, Wang J, et al. Mild hypothermia preserves cerebral cortex microcirculation after resuscitation in a rat model of cardiac arrest[J]. Resuscitation, 2015, 97: 109-114. DOI:10.1016/j.resuscitation.2015.10.003 |
[6] | Kang IS, Fumiaki I, Pyun WB. Therapeutic hypothermia for cardioprotection in acute myocardial infarction[J]. Yonsei Med J, 2016, 57(2): 291. DOI:10.3349/ymj.2016.57.2.291 |
[7] | 高飞, 傅小云, 钱明江, 等. 侧流暗场成像技术观察内毒素休克兔小肠绒毛与舌下微循环改变[J]. 中国病理生理杂志, 2017, 33(4): 764-768. DOI:10.3969/j.issn.1000-4718.2017.04.032 |
[8] | Chen MH, Liu TW, Xie L, et al. A simpler cardiac arrest model in the mouse[J]. Resuscitation, 2007, 75(2): 372-379. DOI:10.1016/j.resuscitation.2007.04.007 |
[9] | Chen M H, Liu T W, Xie L, et al. A simpler cardiac arrest model in rats[J]. Am J Emerg Med, 2007, 25(6): 623-630. DOI:10.1016/j.ajem.2006.11.033 |
[10] | de Backer D, Hollenberg S, Boerma C, et al. How to evaluate the microcirculation: report of a round table conference[J]. Crit Care, 2007, 11(5). DOI:10.1186/cc6118 |
[11] | Lehmann C, Abdo I, Kern H, et al. Clinical evaluation of the intestinal microcirculation using sidestream dark field imaging--recommendations of a round table meeting[J]. Clin Hemorheol Microcirc, 2014, 57(2): 137-146. DOI:10.3233/CH-141810 |
[12] | 宋凤卿, 陈蒙华, 谢露, 等. 加压素与肾上腺素在小鼠心肺复苏中的疗效比较[J]. 中华急诊医学杂志, 2009, 18(4): 392-396. DOI:10.3760/cma.j.issn.1671-0282.2009.04.015 |
[13] | Andersen L W, Granfeldt A. Epinephrine in cardiac arrest - insights from observational studies[J]. Resuscitation, 2018. DOI:10.1016/j.resuscitation.2018.07.028.[Epub2018Jul26 |
[14] | Huang CH, Tsai MS, Chiang CY, et al. Activation of mitochondrial STAT-3 and reduced mitochondria damage during hypothermia treatment for post-cardiac arrest myocardial dysfunction[J]. Basic Res Cardiol, 2015, 110(6): 59. DOI:10.1007/s00395-015-0516-3 |
[15] | Aydin A, Tugcu G. Toxicological assessment of epinephrine and norepinephrine by analog approach[J]. Food Chem Toxicol, 2018, 118: 726-732. DOI:10.1016/j.fct.2018.06.028 |
[16] | Fisk CA, Olsufka M, Yin LH, et al. Lower-dose epinephrine administration and out-of-hospital cardiac arrest outcomes[J]. Resuscitation, 2018, 124: 43-48. DOI:10.1016/j.resuscitation.2018.01.004 |
[17] | 保学明, 卢建华, 余涛, 等. 亚低温对恢复自主循环后患者预后和脑功能的影响[J]. 实用医学杂志, 2015, 31(3): 381-384. DOI:10.3969/j.issn.1006-5725.2015.03.014 |
[18] | 黄效模, 汤旭, 周厚荣, 等. 亚低温对窒息大鼠心肺复苏后S100B蛋白及胶质纤维酸性蛋白表达的影响[J]. 实用医学杂志, 2013, 29(5): 715-718. DOI:10.3969/j.issn.1006-5725.2013.05.013 |
[19] | 左艳芳, 宋凤卿, 陈蒙华, 等. WIN55, 212-2在心肺复苏后对神经细胞凋亡的作用[J]. 中华急诊医学杂志, 2016, 25(4): 455-459. DOI:10.3760/cma.j.issn.1671-0282.2016.04.012 |
[20] | 刘育英. 微循环研究技术的进展[J]. 微循环学杂志, 2014, 24(2): 1-4. DOI:10.3969/j.issn.1005-1740.2014.02.001 |
[21] | 曾学英, 廖雪莲, 康焰, 等. 脓毒症休克患者早期舌下微循环改变对器官功能衰竭的预测价值[J]. 四川大学学报(医学版), 2016, 47(4): 574-579. DOI:10.13464/j.scuxbyxb.2016.04.025 |
[22] | 李双磊, 侯晓彤. 微循环检测在危重症患者中的应用[J]. 心肺血管病杂志, 2014, 33(1): 138-140. DOI:10.3969/j.issn.1007-5062.2014.01.037 |