2. 厦门市中医药疗效证据研究重点实验室,厦门 361003
急性胰腺炎(acute pancreatitis, AP)始于胰腺局部损伤,预后取决于损伤能否控制及是否进展为持续性器官功能衰竭。2025年国际胰腺病学会(International Association of Pancreatology, IAP)修订版指南仍以器官功能衰竭持续超过48 h界定重症AP,并将控制全身炎症、减轻器官功能障碍列为亟待解决的问题[1]。一项纳入43项研究、11 601例患者的Meta分析显示,单纯器官功能衰竭的死亡风险是单纯感染性胰腺坏死的3.72倍,二者并存时更高[2]。因此,机制研究应循疾病进程,依次评价细胞损伤、病变扩展和持续性器官功能衰竭。
腺泡细胞损伤是AP的起始环节,也是炎症扩展的重要驱动;其蛋白质合成与分泌依赖Ca2+信号、内质网蛋白折叠、线粒体供能、酶原颗粒运输及自噬-溶酶体降解的协同。Ca2+超载、内质网应激、能量耗竭、自噬通量受阻与胰酶原异常激活相互促进,放大损伤,推动可逆性应激向细胞死亡、组织坏死和全身炎症演进[3]。因此,单一细胞指标改善不足以证明器官功能或临床结局获益。
本文围绕“细胞器互作与临床转化”,评议Ca2+稳态、内质网应激、线粒体供能及自噬-溶酶体清除的相互作用,并结合Orai1抑制剂的人体研究,分析细胞靶点向器官功能及临床结局转化的证据与局限。文中所称“细胞器互作”指上述环节的功能依赖与病理耦联,不限于膜接触结构,也不预设固定因果顺序;所述时间分层与试验设计仅为待验证设想,不构成临床分型或治疗建议。
1 Ca2+失衡:分泌信号向损伤信号转变生理状态下,腺泡细胞顶端短暂、局限的Ca2+脉冲驱动分泌,继而通过内质网摄取、质膜外排及线粒体代谢恢复稳态。AP刺激使胞质Ca2+持续、弥漫升高。Ca2+清除依赖三磷酸腺苷(adenosine triphosphate, ATP),而Ca2+过载损害线粒体供能,形成恶性循环,导致酶原异常激活、空泡化和坏死[4]。因此,持续性胞质Ca2+升高是早期损伤的共同环节,但其上游机制和发生时相因病因而异。
酒精模型中,磷酸果糖激酶2/果糖-2,6-二磷酸酶3与肌醇1,4,5-三磷酸受体(inositol 1,4,5-trisphosphate receptor, IP3R)相互作用;敲除该酶编码基因可减轻Ca2+超载和损伤[5]。胆汁酸诱导的大鼠和AR42J细胞中,G蛋白偶联胆汁酸受体1上调IP3R;抑制该通路同样减轻损伤[6]。酶原颗粒膜细胞器钙离子调节蛋白1限制双孔通道介导的Ca2+外流,其缺失扰乱Ca2+释放并加重小鼠AP[7]。瞬时受体电位香草酸亚型6参与钙库操纵性Ca2+内流(store-operated Ca2+ entry, SOCE),胰腺特异性敲低或阻断均减轻小鼠AP[8]。这些通路作用区室不同,却都汇聚于持续性胞质Ca2+升高;但相关结果主要来自特定实验模型,尚不能直接外推至不同病因和病程阶段的患者。
内质网钙库耗竭后,Ca2+释放激活的Ca2+通道(calcium release-activated calcium channel, CRAC)通过Orai1介导SOCE。Orai1抑制剂减轻离体人腺泡细胞和3种小鼠AP模型损伤,诱导后1 h给药优于6 h[9]。这仅支持药理可干预性和动物效应的时间依赖性,尚无法界定患者治疗窗口。CM4620还作用于星状细胞、中性粒细胞和外周血单个核细胞[10],效应难以完全归因于腺泡细胞Orai1抑制。人体试验需分别评估不同作用细胞药效学反应及其与临床结局关系。
细胞特异性遗传学研究显示,Orai1的病理效应因细胞类型而异。胰腺特异性Orai1缺失减轻小鼠胰腺损伤,但未改善肺损伤;中性粒细胞特异性Orai1缺失减轻肺损伤,却没改善局部胰腺损伤[11]。在雨蛙素和牛磺胆酸钠模型中,髓系细胞特异性Orai1缺失同样未改变胰腺损伤[12]。这提示,外周免疫细胞药效学变化不能替代腺泡细胞靶点确认,局部保护也不等同于器官功能获益。Ca2+稳态能否恢复还取决于内质网蛋白折叠、线粒体供能和受损成分清除。
因此,Ca2+失衡是腺泡细胞由生理性分泌转向病理性损伤的早期事件,涉及多种细胞内区室、离子通道和细胞类型。Orai1等靶点虽具实验可干预性,其临床转化仍需明确病因、干预时相和细胞特异性效应,并验证局部保护能否改善器官功能和临床结局。
2 内质网应激与线粒体供能:从适应到失代偿蛋白合成和分泌负荷启动未折叠蛋白反应(unfolded protein response, UPR),通过抑制翻译、增加分子伴侣和清除异常折叠蛋白缓解压力;持续应激或代偿不足时,内质网由适应转向失代偿,UPR损伤性效应增强。小鼠单细胞测序显示AP早期腺泡细胞内质网应激改变,患者外周血转录组仅提供间接相关性证据[13]。慢性乙醇喂养模型中,肌醇需求酶1-X盒结合蛋白1(X-box-binding protein 1, XBP1)介导适应性UPR;Xbp1杂合缺失伴内质网紊乱、酶原颗粒减少、自噬液泡积聚和细胞死亡增加[14]。该结果支持适应性UPR在乙醇相关损伤中的保护作用,但能否外推至AP尚待验证。
大鼠和AR42J细胞中,内质网应激经蛋白激酶R样内质网激酶促进caspase-1依赖的腺泡细胞焦亡[15],但干预均在造模前,主要反映预防效应。雨蛙素模型中,突触融合蛋白17(syntaxin 17, STX17)下降使自噬体-溶酶体融合和降解受阻;胰腺特异性敲低进一步加重自噬障碍、内质网异常和胰腺损伤[16]。上述结果提示自噬清除受阻与内质网异常相伴,但STX17下降的因果方向尚未完全明确。
持续Ca2+负荷可诱导线粒体通透性转换孔(mitochondrial permeability transition pore, mPTP)开放,降低膜电位和ATP。抑制亲环蛋白D依赖的mPTP开放可减轻离体细胞和动物胰腺损伤[17]。线粒体钙单向转运蛋白敲除虽削弱刺激-代谢耦联,却未减轻3种实验性AP[18]。两项研究作用层级不同:前者针对Ca2+负荷后的通透性转换和整体供能,后者仅阻断一条线粒体Ca2+摄取通路,二者不矛盾,也说明单一路径干预未必足够。
SIRT5下调增加琥珀酰辅酶A合成酶β亚基(SUCLA2)K118位点琥珀酰化,抑制酶活性、扰乱三羧酸循环并减少ATP;过表达SIRT5或抑制该位点琥珀酰化可部分逆转线粒体损伤与炎症[19]。另一项临床研究发现,AP患者血浆游离线粒体DNA水平随病情加重而升高,并与多项炎症指标相关;小鼠和细胞实验进一步显示,腺泡细胞线粒体DNA泄漏可激活环鸟苷酸-腺苷酸合酶-干扰素基因刺激因子通路,促进炎症因子表达和细胞损伤[20]。但患者资料仅表明循环线粒体DNA与AP严重程度相关,尚不能确定其细胞来源及因果关系。
总之,内质网应激和线粒体功能障碍相互影响,共同推动腺泡细胞由适应转向损伤。适度UPR具有保护作用,持续应激、ATP不足及线粒体DNA泄漏则可加重细胞损伤和炎症,但相关机制及靶点的临床价值仍需进一步验证。
3 自噬-溶酶体功能障碍:从稳态清除到蛋白酶失衡自噬对腺泡细胞的作用取决于通量是否完整,而非自噬体数量;它通过包裹、运输、融合和降解维持内质网、线粒体及酶原颗粒稳态[21]。STX17下降阻碍自噬体-溶酶体融合与降解,敲低后实验性AP加重[16]。不过,自噬体或空泡积聚既可能源于启动增强,也可能反映下游阻滞;单一时点的微管相关蛋白1轻链3、p62/SQSTM1或空泡数量不足以区分二者。
ATG16L1[E230]小鼠的WD40结构域缺失几乎阻断LAP样非经典自噬,延缓胰蛋白酶降解并加重雨蛙素AP[22],提示该过程可能参与胰蛋白酶清除。但遗传性结构域缺失不等同于药物干预,结果也限于特定模型。转化前须确定障碍位于融合、酸化还是底物识别。
胱抑素C(cystatin C, CST3)缺失可增强组织蛋白酶B(cathepsin B, CTSB)活性和胰蛋白酶原激活,并加重雨蛙素诱导的实验性AP;胰蛋白酶切割并促使CST3二聚化,二聚化CST3通过结合CTSB变构位点增强其活性,形成正反馈环路[23]。然而,胰蛋白酶原7缺失只减少早期细胞死亡和坏死,不影响局部或全身炎症[24];雨蛙素模型中,CTSB虽决定胰蛋白酶活性,该活性却与水肿、炎症和坏死无明显关联[25]。这些反证说明,胰蛋白酶参与早期腺泡细胞死亡和坏死,却不足以单独解释全部局部炎症、全身炎症及后期病变。
蛋白酶作用还受亚细胞区室和病程阶段制约。腺泡细胞特异性Rab7缺失或药物诱导溶酶体膜通透化均未阻止酶原区室内CTSB和胰蛋白酶原激活,也未减轻早期损伤[26],说明早期激活并不以溶酶体-酶原颗粒融合为必要条件。Rab7缺失加重后期病变,提示完整运输与清除可能限制后期损伤;但Rab7功能广泛,该解释仍待验证。
概括来说,自噬-溶酶体通量受阻可破坏细胞清除功能,导致蛋白酶失衡并加重腺泡细胞损伤。胰蛋白酶参与早期损伤,但不能解释全部病变,其作用还取决于所在区室和病程阶段。
4 Orai1抑制:从机制靶点到临床验证Orai1是少数由离体人腺泡细胞和动物模型推进至AP临床试验的Ca2+稳态靶点。药理抑制可减轻离体人腺泡细胞损伤及3种小鼠模型的胰腺和全身损伤,造模后1 h给药优于6 h[9]。CM4620还作用于星状细胞和免疫细胞[10]。遗传学研究中,胰腺特异性Orai1缺失减轻胰腺损伤;中性粒细胞特异性缺失减轻肺损伤,髓系细胞特异性缺失却未改善胰腺损伤[11-12]。全身给药效应不能完全归于腺泡细胞Orai1抑制。CM4620静脉乳剂以商品名Auxora开展早期研究,CARPO采用通用名Zegocractin[27-28]。
Auxora Ⅱ期随机、开放标签剂量探索研究纳入21例AP患者,主要评价安全性和耐受性。患者均伴全身炎症反应综合征(systemic inflammatory response syndrome, SIRS)和低氧血症。首次输注在知情同意后6~8 h内,症状出现至输注平均为23.6 h;因样本小、无盲法安慰剂对照且未按疗效检验设计,组间差异仅具探索意义[27]。CARPO为美国和印度37个中心的双盲、随机、安慰剂对照Ⅱb期剂量探索试验,随机216例,214例纳入改良意向治疗分析。安慰剂及0.5、1.0、2.0 mg/kg组每日静脉输注4 h、连续3 d,4组固体食物耐受中位时间依次为66、78、64、67 h;主要终点未达到预设统计学显著性标准,也无明确剂量-反应关系。预设亚组呈剂量-反应趋势,新发严重呼吸衰竭为4、4、0、0例;高剂量组探索性层级复合终点的胜率比为1.640(95%CI: 1.030~2.612,P=0.04)。这些亚组和次要分析未作多重性校正,且采用较宽松的探索性显著性阈值,尚不能确证疗效[28]。
CARPO按SIRS及临床高危特征入选,未按腺泡细胞Ca2+负荷或Orai1依赖性分层。腹痛起始至随机化时间为3(2~4)d,治疗于知情同意后8 h内开始;动物研究则在造模后1或6 h给药[9, 28]。动物模型与人体病程虽不能直接比较,但CARPO也未充分检验早期阻断持续性Ca2+内流的假设。CARPO虽开展了药代动力学分析,却未报告确认体内Orai1抑制及药效学反应的指标;固体食物耐受受疼痛、胃肠功能、营养和临床决策影响,也不能直接作为药物效应终点。因此,尚无法判断主要终点未达标源于药物暴露不足、靶点抑制不充分或未产生药效学反应,还是患者选择、给药时机和终点设置不当。各组不良事件和严重不良事件均无剂量递增趋势;低剂量组1例患者出现转氨酶及总胆红素升高,均判为治疗相关严重不良事件。由于样本和暴露有限,安全性尚难充分界定[28]。
总的说来,CARPO研究未能证实Zegocractin治疗AP的疗效,但也不能否定Orai1靶点潜力;该药体内靶点抑制与药效学反应尚不明确,故暂不能推荐常规使用。后续需优化给药时机,整合药效学指标与靶点特异性终点,进一步明确Orai1抑制策略在AP中的临床价值。
5 主要终点未达标:从临床结果回到试验设计CARPO未设置体内靶点确认指标,主要终点未达标后难以判断转化链受阻于药物暴露、靶点抑制、药效学反应还是临床效应。后续机制性试验应依次验证上述环节,再评价器官功能和患者结局。鉴于不同病因AP的发病机制和基础处置存在差异,随机化时宜按病因分层。SIRS及血液、生化和影像学指标可用于病情评估,但不能替代Orai1靶点或药效学指标,也不足以筛选潜在获益人群。
验证早期抑制异常Ca2+内流的试验,可将症状起始≤24 h设为主要分析层,24~48 h设为探索性分析层,并尽量在随机后6 h内给药。研究应完整记录症状起始、入院、随机和给药时间,并预先规定症状起始不明等情况的归类方法。
试验应同步开展药代动力学和药效学检测。药效学指标可包括外周血单个核细胞SOCE、活化T细胞核因子(nuclear factor of activated T cells, NFAT)核转位或刺激后白细胞介素-2释放等[10]。由于这些外周指标不能直接证明腺泡细胞Orai1受到抑制,胰腺局部损伤、远隔器官功能和外周药效学反应需分别评价。
机制性药物试验应在病因处置、液体管理、营养支持、镇痛和器官功能保护等标准治疗一致的基础上开展并完整记录[1, 29-30]。安全性监测除输注反应和常规实验室检查外,还应包括严重感染、感染性胰腺坏死、肝胆异常及器官功能变化,同时预设停药标准,并随访30 d和90 d。
目前尚无充分证据支持联合治疗。CM4620与半乳糖预防性同步给药虽可减轻实验性腺泡细胞和胰腺损伤,但尚不能外推至AP患者[31]。后续应先明确zegocractin单药的剂量、暴露、药效和耐受性,再采用分阶段或析因设计评价联合方案。
因此,CARPO主要终点未达标尚不能否定Orai1的治疗潜力。后续研究应沿“腺泡细胞Ca2+失衡-细胞器损伤-器官功能障碍-临床结局”的证据链,依次验证药物暴露、靶点抑制和药效学反应,优化给药时机和患者分层,并在标准治疗一致的基础上评价临床疗效。
6 结语AP早期腺泡细胞损伤源于分泌、供能与清除系统的相互失衡,而非单一通路或细胞器异常。持续Ca2+负荷可加重内质网应激和线粒体功能障碍,ATP不足又会限制Ca2+清除及自噬-溶酶体降解;蛋白酶效应则受调控网络、亚细胞区室和病程阶段制约。细胞器互作框架有助于解释局部损伤的扩展,但实验性保护能否改善患者结局仍待临床验证。Orai1人体试验揭示了机制依据、体内靶点抑制与临床获益之间的转化缺口,后续研究需厘清药物暴露、靶点抑制、药效学反应、器官功能与患者结局之间的联系。
利益冲突 所有作者声明无利益冲突
| [1] | IAP/APA/EPC/IPC/JPS Working Group Electronic address: info@internationalpancreatology org, IAP/APA/EPC/IPC/JPS Working Group. International association of pancreatology revised guidelines on acute pancreatitis 2025: supported and endorsed by the American Pancreatic Association, European Pancreatic Club, Indian Pancreas Club, and Japan Pancreas Society[J]. Pancreatology, 2025, 25(6): 770-814. DOI:10.1016/j.pan.2025.04.020 |
| [2] | Hu WM, Hua TR, Zhang YL, et al. Prognostic significance of organ failure and infected pancreatic necrosis in acute pancreatitis: an updated systematic review and meta-analysis[J]. J Dig Dis, 2023, 24(12): 648-659. DOI:10.1111/1751-2980.13243 |
| [3] | Hu Q, Hu Y, Tan CL, et al. Acute pancreatitis: mechanisms and therapeutic approaches[J]. Sig Transduct Target Ther, 2026, 11(1): 15. DOI:10.1038/s41392-025-02394-6 |
| [4] | Gerasimenko JV, Gerasimenko OV. The role of Ca2+ signalling in the pathology of exocrine pancreas[J]. Cell Calcium, 2023, 112: 102740. DOI:10.1016/j.ceca.2023.102740 |
| [5] | Zhang T, Chen SC, Li L, et al. PFKFB3 controls acinar IP3R-mediated Ca2+ overload to regulate acute pancreatitis severity[J]. JCI Insight, 2024, 9(13): e169481. DOI:10.1172/jci.insight.169481 |
| [6] | Zhong Z, Cheng L, Jiang ZW, et al. Membrane receptor TGR5 upregulates IP3R-induced calcium overload: key mechanism of bile acid-induced acute pancreatitis[J]. Cell Signal, 2026, 144: 112512. DOI:10.1016/j.cellsig.2026.112512 |
| [7] | Tsvilovskyy V, Ottenheijm R, Kriebs U, et al. OCaR1 endows exocytic vesicles with autoregulatory competence by preventing uncontrolled Ca2+ release, exocytosis, and pancreatic tissue damage[J]. J Clin Invest, 2024, 134(7): e169428. DOI:10.1172/JCI169428 |
| [8] | Han CX, Luo YC, Li ZL, et al. TRPV6-mediated store-operated Ca2+ entry participates in pancreatic acinar cell injury during acute pancreatitis[J]. Cell Mol Gastroenterol Hepatol, 2025, 19(12): 101620. DOI:10.1016/j.jcmgh.2025.101620 |
| [9] | Wen L, Voronina S, Javed MA, et al. Inhibitors of ORAI1 prevent cytosolic calcium-associated injury of human pancreatic acinar cells and acute pancreatitis in 3 mouse models[J]. Gastroenterology, 2015, 149(2): 481-492.e7. DOI:10.1053/j.gastro.2015.04.015 |
| [10] | Waldron RT, Chen YF, Pham H, et al. The Orai Ca2+ channel inhibitor CM4620 targets both parenchymal and immune cells to reduce inflammation in experimental acute pancreatitis[J]. J Physiol, 2019, 597(12): 3085-3105. DOI:10.1113/jp277856 |
| [11] | Niu MY, Zhang XL, Wu ZK, et al. Neutrophil-specific ORAI1 calcium channel inhibition reduces pancreatitis-associated acute lung injury[J]. Function (Oxf), 2024, 5(1): zqad061. DOI:10.1093/function/zqad061 |
| [12] | Mei WT, Zhang XL, Niu MY, et al. Deletion of myeloid-specific Orai1 calcium channel does not affect pancreatic tissue damage in experimental acute pancreatitis[J]. Pancreatology, 2024, 24(4): 528-537. DOI:10.1016/j.pan.2024.04.001 |
| [13] | Yang KG, Xie RL, Xiao GH, et al. The integration of single-cell and bulk RNA-seq atlas reveals ERS-mediated acinar cell damage in acute pancreatitis[J]. J Transl Med, 2024, 22(1): 346. DOI:10.1186/s12967-024-05156-0 |
| [14] | Lugea A, Tischler D, Nguyen J, et al. Adaptive unfolded protein response attenuates alcohol-induced pancreatic damage[J]. Gastroenterology, 2011, 140(3): 987-997. DOI:10.1053/j.gastro.2010.11.038 |
| [15] | Yan CS, Ma Y, Li H, et al. Endoplasmic reticulum stress promotes caspase-1-dependent acinar cell pyroptosis through the PERK pathway to aggravate acute pancreatitis[J]. Int Immunopharmacol, 2023, 120: 110293. DOI:10.1016/j.intimp.2023.110293 |
| [16] | Wang TT, Zhang LC, Qin Z, et al. Decreased syntaxin17 expression contributes to the pathogenesis of acute pancreatitis in murine models by impairing autophagic degradation[J]. Acta Pharmacol Sin, 2023, 44(12): 2445-2454. DOI:10.1038/s41401-023-01139-x |
| [17] | Mukherjee R, Mareninova OA, Odinokova IV, et al. Mechanism of mitochondrial permeability transition pore induction and damage in the pancreas: inhibition prevents acute pancreatitis by protecting production of ATP[J]. Gut, 2016, 65(8): 1333-1346. DOI:10.1136/gutjnl-2014-308553 |
| [18] | Chvanov M, Voronina S, Zhang XY, et al. Knockout of the mitochondrial calcium uniporter strongly suppresses stimulus-metabolism coupling in pancreatic acinar cells but does not reduce severity of experimental acute pancreatitis[J]. Cells, 2020, 9(6): 1407. DOI:10.3390/cells9061407 |
| [19] | Liu WB, Wang XF, Xu D, et al. SIRT5 mediated succinylation of SUCLA2 regulates TCA cycle dysfunction and mitochondrial damage in pancreatic acinar cells in acute pancreatitis[J]. Biochim Biophys Acta BBA Mol Basis Dis, 2025, 1871(3): 167613. DOI:10.1016/j.bbadis.2024.167613 |
| [20] | Zhang DY, Li JY, Zhao LL, et al. Mitochondrial DNA leakage promotes persistent pancreatic acinar cell injury in acute pancreatitis viathe cGAS-STING-NF-κB pathway[J]. Inflammation, 2025, 48(3): 1420-1437. DOI:10.1007/s10753-024-02132-0 |
| [21] | Ding WX, Ma XW, Kim S, et al. Recent insights about autophagy in pancreatitis[J]. EGastroenterology, 2024, 2(2): e100057. DOI:10.1136/egastro-2023-100057 |
| [22] | Chvanov M, Voronina S, Jefferson M, et al. Deletion of the WD40 domain of ATG16L1 exacerbates acute pancreatitis, abolishes LAP-like non-canonical autophagy and slows trypsin degradation[J]. Autophagy, 2025, 21(1): 210-222. DOI:10.1080/15548627.2024.2392478 |
| [23] | Modenbach JM, Möller C, Asgarbeik S, et al. Biochemical analyses of cystatin-C dimers and cathepsin-B reveals a trypsin-driven feedback mechanism in acute pancreatitis[J]. Nat Commun, 2025, 16(1): 1702. DOI:10.1038/s41467-025-56875-x |
| [24] | Dawra R, Sah RP, Dudeja V, et al. Intra-acinar trypsinogen activation mediates early stages of pancreatic injury but not inflammation in mice with acute pancreatitis[J]. Gastroenterology, 2011, 141(6): 2210-2217.e2. DOI:10.1053/j.gastro.2011.08.033 |
| [25] | Geisz A, Tran T, Orekhova A, et al. Trypsin activity in secretagogue-induced murine pancreatitis is solely elicited by cathepsin B and does not mediate key pathologic responses[J]. Gastroenterology, 2023, 164(4): 684-687.e4. DOI:10.1053/j.gastro.2023.01.004 |
| [26] | Zierke L, John D, Gischke M, et al. Initiation of acute pancreatitis in mice is independent of fusion between lysosomes and zymogen granules[J]. Cell Mol Life Sci, 2024, 81(1): 207. DOI:10.1007/s00018-024-05247-7 |
| [27] | Bruen C, Miller J, Wilburn J, et al. Auxora for the treatment of patients with acute pancreatitis and accompanying systemic inflammatory response syndrome: clinical development of a calcium release-activated calcium channel inhibitor[J]. Pancreas, 2021, 50(4): 537-543. DOI:10.1097/MPA.0000000000001793 |
| [28] | Sutton R, Garg PK, Miller J, et al. Zegocractin for acute pancreatitis with systemic inflammatory response syndrome: a randomized, controlled, dose-ranging, phase 2b trial[J]. EClinicalMedicine, 2026, 93: 103757. DOI:10.1016/j.eclinm.2026.103757 |
| [29] | 中华医学会急诊医学分会, 上海市医学会急诊专科分会. 急性胰腺炎急诊诊治专家共识[J]. 中华急诊医学杂志, 2024, 33(4): 470-479. DOI:10.3760/cma.j.issn.1671-0282.2024.04.004 |
| [30] | Tenner S, Vege SS, Sheth SG, et al. American college of gastroenterology guidelines: management of acute pancreatitis[J]. Am J Gastroenterol, 2024, 119(3): 419-437. DOI:10.14309/ajg.0000000000002645 |
| [31] | Lewis S, Evans DL, Tsugorka TT, et al. Combination of the CRAC channel inhibitor CM4620 and galactose as a potential therapy for acute pancreatitis[J]. Function (Oxf), 2024, 5(4): zqae017. DOI:10.1093/function/zqae017 |
2026, Vol. 35



